Biochimie
Protéines
Techniques d'extractions et de caractérisations d'une protéine.
But: étudier une protéine donnée.
Différentes étapes: extraction de la protéine souhaitée à partir d'une source biologique
Isolement de la protéine d'intérêt
caractérisation de cette protéine (= structure, fonction biologiques, caractéristiques physico-chimiques)
1. L'extraction
Si la protéine se trouve dissoute dans un milieu biologique liquide (ex: plasma, lait, ...)
aucune méthode d'extraction n'est nécessaire. Si la protéine est à extraire d'un tissus ou
d'une culture de cellules, 3 méthodes sont possibles:
A partir du tissus entier: On choisit un matériel tissulaire que l'on sait riche en
cette protéine. On le broie grâce à l'appareil de Potter. L'éclatement des cellules est
achevée par choc osmotique ou encore par sonication ce qui va lyser les membranes des
cellules. Pour ne pas dénaturer les protéines, on travaille en milieu tamponné et à 0°C
(glace): on obtient enfin un homogénat cellulaire. On élimine ensuite les débris cellulaires
par centrifugation. On facilite la solubilisation des protéines dans des solutions salines et on obtient alors un extrait brut.
A partir d'un type cellulaire isolé à partir du tissu. On utilise pour cela un trieur
de cellules (généralement cytofluorimètre). Des Ac reconnaissent spécifiquement une
population cellulaire et vont la marquer grâce à un fluorochorme auquel il sont couplés. L'appareil sélectionne donc des cellules fluorescentes.
A partir d'un organite particulier: on effectue alors un fractionnement cellulaire,
cad qu'on sépare les différents constituants de la cellule grâce à l'ultracentrifugation =
sédimentation accélérée. L'accélération (= la pesanteur) est remplacée par une
accélération centrifuge (γ) qui est développée par un rotor tournant à grande vitesse
angulaire (ω). On obtient alors une force centrifuge (F).
La tendance d'une particule à se déplacée dans une solution sous l'effet de la force
centrifuge est donnée par un coefficient de sédimentation (s). Les molécules sphériques et
de petites tailles ont un faibles coefficient de sédimentation.
=> centrifugation différentielle = succession d'ultracentrifugations pour lesquelles on fait varier la durée et la vitesse de rotation.
2. Précautions à prendre lors de la préparation des protéines purifiées
Dénaturation
Généralement on isole une protéine pour utiliser et étudier ses propriétés biologiques or on sait que celles-ci sont étroitement liées au maintient de la forme native de la protéine en question. Il faut donc veiller à la stabilité de celle-ci tout au long des traitements en contrôlant notamment la température, le pH, la force ioniques, ... afin de ne pas rompre les liaisons faibles.
Conservation
On veut éviter que la protéine soit dégradée par des protéases c'est pourquoi on travaille
souvent à +4°C et avec des inhibiteurs de protéases.
A plus long terme on peut procéder à une congélation (de -20°C à -80°C). On peut également utiliser l'Azote Liquide (-196°C).
On peut aussi faire de la lyophilisation: technique qui permet d'éliminer l'eau, on obtient l'échantillon sous forme déshydratée.
Dessalage
On utilise un boudin de dialyse: c'est une membrane poreuse aux petits diamètres qui permet la diffusion uniquement des sels. Cela permet donc de dessaler la solution.
3. Principales techniques de séparation et caractérisation des protéines
Les protéines sont purifiées à partir de leurs propriétés particulières: solubilité, charge ionique, taille, affinité...
Solubilisation et précipitation des Protéines
La solubilité peut-être utilisée pour purifier certaines protéines car certaines sont solubles dans des conditions données alors que d'autres précipitent dans ces mêmes conditions.
Influence de la concentration en sel
Cette concentration est définie par la force ionique de la solution.
En amenant la concentration en sel de la solution protéique à une valeur toute juste inférieur à celle pour laquelle la protéine désirée précipite, on élimine une bonne partie des protéines non-voulues.
Suite à une filtration ou par une centrifugation, on peut alors précipiter la protéines d'intérêt en augmentant légèrement la concentration en sel, laissant ainsi une autre portion de protéine non-voulues en solution.
Influence des solvants organiques
On utilise des solvants organiques miscibles à l'eau comme l'acétone ou l'éthanol pour précipiter les protéines. Il existe deux exceptions: le DMSO = DiMéthylSulfOxyde et le DMF = DiMéthylFormamide = solvants que l'on utilise pour solubiliser les protéines.
Influence du pH
Les protéines possèdes de nombreux groupements ionisables dont les valeurs de pK sont différentes. Ainsi, comme pour les AA, les protéines possèdent une charge nette de 0 au pHi. Donc à ce pH les interactions avec les molécules de solvant sont réduites.
Séparation des protéines selon leur taille
Chromatographie par gel filtration
S'appelle aussi chromatographie par exclusion de taille.
Principe: des sphériques et poreuses remplissent une colonne de chromatographie. Ces
billes peuvent être composées d'agarose, de polyacrylamide ou de dextran. Les billes ont
de concentrations plus ou moins différentes donc le diamètre des pores varie. Le volume
total de gel introduit dans la colonne (que l'on note VT) comprend le volume extérieur aux
billes (V0), appelé « Volume Mort »; le volume libre des billes Vi; et le volume occupé par la
matière constituant les billes Vg. Le volume d'élution Ve correspond au volume de phase
mobile nécessaire pour récupérer un composé après son dépôt sur le gel.
Le volume mort V0 est déterminé par mesure du Ve d'un composé dont la masse
moléculaire est supérieur à la limite d'exclusion de gel (cad taille minimale d'une protéine
pour quelle soit exclue des billes).
Lorsque le mélange de composés passe à travers la colonne, les molécules se distribuent
entre V0 et Vi en fonction de leur capacité à pénétrer dans le spores des billes (cad en
fonction de leur taille). Plus les molécules sont grosses plus elles auront des difficultés à
pénétrer dans les pores. Si la molécule est trop grosse, elle ne rentre donc pas dans les
billes, elle est donc exclue en premier de la colonne et se retrouve dans les premières fractions d'élution.
Plus la molécule est petite plus elle pourra pénétrer dans les différents pores des billes ce
qui va la ralentir dans la colonne et donc elle sortira après une volume plus important d'élution.
Si la molécule peut entrer dans les pores du gel, sa répartition entre les phases externes et
les phases internes est donnée par un coefficient dit « coefficient de distribution »
La chromatographie est terminée lorsqu'un volume de solvant a traversé la colonne. Le volume d'élution est proportionnel à la masse moléculaire de la protéine. Donc on peut tracer une droite d'étalonnage avec des protéines de poids moléculaires connues (pour faire une gamme).
Electrophorèse SDS-Page
SDS: Sodium DodécylSulfate
PAGE: PolyAcrylamideGEl
Les SDS possède une longue queue hydrophobe qui se termine par un groupement sulfate
de charge négative. La longue queue hydrophobe interagit avec les chaînes protéiques. Le
nombre de molécules de SDS liées à la protéine est proportionnel à la longueur de la
protéine. Les charges négatives apportées par le SDS favorise la migration du complexe
[Protéine – SDS] vers l'électrode +. Collectivement l'ensemble chargé négativement est
très largement supérieur à la charge propre de la protéine donc toute les protéines vont être chargée – fortement.
Le SDS est aussi un détergent; il détruit donc les structures quaternaires et tertiaires des protéines.
Cette électrophorèse est généralement effectuée en présence d'un agent réducteur: le bêta-mercaptoéthanol (βME).
La mobilité des protéines est inversement proportionnel à sa masse moléculaire donc on
peut également faire une droite d'étalonnage qui relie distance de migration au poid moléculaire.
Séparation selon la spécificité de leur liaison
Chromatographie d'affinité
Dans le cas où l'on veut isoler une protéine ayant une affinité particulière pour un ligand, le ligand fixé par liaison covalente sur un support insoluble. Au cours de la chromatographie, la protéine sera fixée au ligand et sera retenue sur la colonne. Un simple lavage récupère les protéines contaminantes non fixées. Pour récupérer la protéine d'intérêt, on utilise une solution contenant le ligand soluble en forte concentration. Cela va permettre la dissociation et l'élution de la protéine voulue.
Séparation en fonction de la charge
Chromatographie échangeuse d'ions
Electrophorèse
Elle est caractérisée par le déplacement de molécules chargées dans un champs électrique.
La vitesse de déplacement d'une molécule dépend du potentiel du champs électrique (noté
E), de la charge de la protéine (notée q) et de son coefficient de friction (noté f).
f = mesure de la résistance que la solution exercée sur la molécule qui se déplace, cela dépend de la taille, de la forme de la protéine et de la viscosité du gel. Ainsi chaque protéine se déplace à une vitesse spécifique constante.
4. Caractérisation quantitative et qualitative de la purification
Établir un protocole de purification, c'est sélectionner et enchainer plusieurs techniques d'extraction et d'isolement.
A chaque étape de purification, il est nécessaire d'établir un test permettant de suivre la
purification. Ce test doit être spécifique, doit être reproductible, et doit être d'une grande praticabilité (réalisation rapide).
A partir de ce test on détermine 2 grandeurs qui sont des critères appréciants l'intérêt de la purification.
Quantitatif: avec une notion de rendement:
R = (activité totale de la fonction purifiée) / (activité totale de l'extrait brut) x 100
Qualitatif: taux, degrés de purification
Degrès de Purif = activité spécifique de la fonction purifiée / activité spécifique de l'extrait brut
L'activité spécifique est le rapport de l'activité biologique sur la quantité totale de protéine de cette fonction.
Différentes techniques se succèdent dans un protocole de purification; il faut donc sans
cesse réaliser un compromis entre ces deux critères. En effet il ne faut pas trop perdre
d'activité biologique tout en enrichissant les fractions obtenues en la protéine voulue.